【研究意义】台湾榕（Ficus formosana）是桑科榕属灌木植物，又名小银茶匙，分布于我国广西、广东、浙江、江西、福建、台湾、湖南、贵州、云南及越南北部等地，多生于山地疏林中或旷野、路旁、溪边^[1]。台湾榕根、树皮、叶片和果实均可入药，其性味甘、微涩，有活血补血、催乳、止咳、祛风利湿、清热解毒的功效，民间也常用其根与肉类炖汤^[2-3]。台湾榕根系发达，对土壤要求不高，可发展成为我国南方山地防治水土流失的植被树种，其气根、板根、茎花、茎果等特征具有较高的观赏价值，在园林绿化方面也发挥积极作用^[4-5]。因此，台湾榕具有较高的药用、观赏和生态价值。随着台湾榕应用价值的提高，市场需求扩大，快速获得优质的种苗对台湾榕的规模化生产具有重要意义。【前人研究进展】台湾榕野生资源较少，多呈零星分布，自然更新慢，人工采挖导致野生资源减少，通过人工繁殖满足市场需求显得尤为重要^[6]。台湾榕传统的人工繁殖方式有种子繁殖和常规扦插繁殖。陈国兴等^[7]通过正交试验发现，影响台湾榕种子萌发的主次因素顺序是贮藏方式＞基质＞NAA，用200 mg/L NAA浸泡种子12 h后播种至黄心土时萌发率为77.08%。吴朋光等^[8]发现以河沙作为台湾榕扦插基质的生根率高达92.67%，而ABT浓度和扦插季节对台湾榕生根影响不大。陈国兴^[9]研究表明，影响台湾榕扦插成活率的主次因素顺序是插穗直径大小＞IBA浓度＞插穗浸泡时间＞扦插基质，以黄心土为基质，选用直径0.4~0.8 cm、长度10~12 cm的穗条在400 mg/L IBA溶液浸泡30 min后扦插，窄叶台湾榕成活率最高达68.89%，而使用ABT代替IBA作为生根剂可将成活率进一步提升至81.11%。在组培快繁方面，台湾榕仅有以茎段、种子作为外植体的少数报道。李志良等^[4]以台湾榕茎段为外植体，丛生芽诱导率达91.7%。杨鑫等^[10]以台湾榕种子为外植体，愈伤组织诱导率最高为51.67%。提高丛生芽的增殖系数和移栽驯化成活率是组培快繁的关键。目前所报道的台湾榕组培快繁中，均以MS为基础培养基，丛生芽增殖倍数在0.8~5.0，而仅用营养土和黄心土作为移栽基质，组培苗移栽成活率分别在80% 和90% 以上^{[4, 10]}。【本研究切入点】组织培养技术具有后代遗传稳定、繁殖速度快和繁殖系数高等特点，可以快速繁育与母本性状一致的良种，并且在短时间内能得到大量无菌苗^[11]。近年来对台湾榕的研究主要集中在资源分布^[6]、系统发育^[12]、园林应用^[5]、药理活性^[13-15]和传统人工繁殖^[7-9]等方面，对其组培快繁技术研究较少，丛生芽增殖系数和移栽成活率有待提高。【拟解决的关键问题】本研究以台湾榕带芽茎段为试验材料，筛选在诱导、增殖和生根培养过程中适宜的培养基配方，并对组培苗适宜的移栽基质种类进行研究，从而优化培养条件，提高台湾榕茎段的诱导率、丛生芽增殖系数、生根率和移栽驯化成活率，完善台湾榕组培快繁技术体系，为其大规模繁育、栽培等提供理论基础和技术支持。

1　材料与方法 1.1　试验材料

供试的台湾榕种植于中国科学院广西植物研究所。于2022年4月中旬早上采集长10~15 cm的幼嫩枝条放入保鲜袋，并置于装有冰袋的冰盒中，当天将材料进行消毒处理后培养。

1.2　试验方法

1.2.1 外植体预处理及消毒　将采集的台湾榕枝条用洗洁精清洗干净表面，浸泡于0.5% 多菌灵溶液2 h，然后用流水冲洗干净，转入超净工作台，再用75% 乙醇浸泡45 s、无菌水冲洗1次，最后用0.1% HgCl₂浸泡8 min、无菌水冲洗5次，备用。

1.2.2 外植体诱导培养　将消毒后的外植体分别接种于MS和WPS诱导培养基中进行丛生芽的诱导培养，诱导培养基均加入1.0 mg/L 6-BA、0.5 mg/L KT、0.2 mg/L NAA，每个处理接种30个外植体，3次重复。培养条件：温度25（±2）℃、光强1 500~2 000 Lx、光照时间12 h/d。培养30 d后，统计萌芽数和诱导率：

1.2.3 丛生芽增殖培养　以WPM为基础培养基，采用L₉（3³）正交试验设计，研究6-BA、KT、NAA对台湾榕丛生芽增殖的影响，植物生长调节剂质量浓度设置为：0.5、1.0、2.0 mg/L 6-BA，0.2、0.5、1.0 mg/L KT，0.1、0.2、0.4 mg/L NAA，共9组培养基，pH为5.8。将2~3 cm丛生芽从其基部剪下，接种于上述培养基中，每个处理接种30个，3次重复。培养条件：温度25（±2）℃、光强1 500~2 000 Lx、光照时间12 h/d。培养60 d后，统计丛生芽增殖数和增殖系数：

1.2.4 丛生芽生根培养　以WPM为基础培养基，采用L₄（3²）正交试验设计台湾榕研究IBA、NAA及活性炭对台湾榕丛生芽生根的影响，各因素质量浓度设置为：0.1、0.5 mg/L IBA，0、0.1 mg/L NAA，0、1.0 g/L活性炭，共4组培养基，pH为5.8。将3~4 cm丛生芽从其基部剪下，接种于上述培养基中，每个处理接种30个，3次重复。培养条件：温度25（±2）℃、光强1 500~2 000 Lx、光照时间12 h/d。培养60 d后，统计生根率和植株生长状况。

1.2.5 组培苗移栽驯化　于2023年4—5月将生根组培苗移出培养室，带瓶炼苗14 d后，洗净根部，晾干水分，移栽到不同基质中，移栽基质包括基质Ⅰ（河沙）、基质Ⅱ（河沙∶黄壤土=1∶1）、基质Ⅲ（河沙∶蛭石∶珍珠岩=1∶1∶1）、基质Ⅳ（腐叶土∶河沙∶黄壤土∶珍珠岩=1∶1∶1∶1），以上基质配比均为体积比，每个处理种植30株，3次重复。置于塑料大棚内，夏季采用90% 遮阳网遮阴。移栽30 d后统计移栽成活率及生长情况。

1.3　数据处理与分析

采用Microsoft Excel 2007进行试验数据处理分析，结果以平均值±标准误差的方式表示，正交试验设计采用直观分析法，利用SPSS 22.0软件进行组间单因素方差分析和多重比较（Duncan）。

2　结果与分析 2.1　不同基础培养基对台湾榕外植体诱导的影响

台湾榕茎段在不同的基础培养基中丛生芽的诱导率和萌芽数情况见表 1。培养30 d后，以MS为基础培养基的诱导率92.41%、萌芽数1.74，以WPM为基础培养基的诱导率97.13%、萌芽数3.38。不同基础培养基处理对台湾榕茎段丛生芽诱导率和萌芽数的影响差异均达到显著水平（P＜0.05），WPM诱导率和萌芽数均高于MS，但MS诱导的丛生芽叶片颜色较深（图 1）。综合考虑，台湾榕茎段作为外植体的最佳诱导培养基为WPM+1.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L KT+0.2 mg/L NAA。

2.2　不同植物生长调节剂对台湾榕丛生芽增殖的影响

台湾榕丛生芽增殖的正交试验结果见表 2。以WPM为基础培养基，培养60 d后，0.5 mg/L 6-BA+1.0 mg/L KT+0.4 mg/L NAA组合下台湾榕丛生芽增殖系数最小、仅有2.05，植株叶片和茎干直径较小，根系较多（图 2A）；2.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L KT+0.1 mg/L NAA组合的台湾榕丛生芽增殖系数最高、达到5.77，显著高于其他处理组合（P＜0.05），且愈伤组织较多、植株长势好（图 2B）。由表 2可知，不同植物生长调剂种类及质量浓度配比对台湾榕丛生芽增殖的影响存在显著差异（P＜0.05），丛生芽增殖系数随着6-BA质量浓度升高和NAA质量浓度降低而增大，6-BA质量浓度不变时，丛生芽在低浓度的NAA中长势较好。正交试验结果的极差（R）显示，影响台湾榕丛生芽增殖的主次顺序为NAA＞6-BA＞KT，对比k值大小，3个因素的最优水平为2.0 mg/L 6-BA、0.5 mg/L KT、0.1 mg/L NAA。综合考虑，台湾榕丛生芽增殖的最适培养基为WPM +2.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L KT+0.1 mg/L NAA。

2.3　不同类型培养基对台湾榕丛生芽生根的影响

不同植物生长调节剂及活性炭对台湾榕丛生芽生根效果的影响见表 3。培养60 d后，丛生芽生根率均达到94% 以上，4种组合培养基中丛生芽的生根率差异显著（P＜0.05）。丛生芽生根率的极差（R）结果显示，影响台湾榕丛生芽生根的主次顺序为NAA＞IBA=活性炭，对比k值大小，3个因素的最优水平为0.5 mg/L IBA、0.1 mg/L NAA、1 g/L活性炭。未添加活性炭的培养基中组培苗根以短粗为主，易折断，植株长势较好，但不利于移栽驯化（图 3A、B），而添加活性炭的培养基中组培苗根长细、不易折断，且植株长势最好（图 3C、D），有利于移栽驯化。综合考虑，台湾榕丛生芽生根的最适培养基为WPM+0.1 mg/L IBA+0.1 mg/L NAA+1 g/L活性炭。

2.4　不同基质对台湾榕组培苗移栽驯化的影响

于2023年4—5月将生根的台湾榕组培苗移至室外炼苗14 d后，种植到不同基质中，结果如表 4所示。移栽30 d后，台湾榕组培苗在河沙基质中成活率最高、达到100%；其次是河沙∶蛭石∶珍珠岩=1∶1∶1的组合基质、成活率达到97.78%，在河沙∶黄壤土=1∶1组合基质的成活率达到95%，在腐叶土∶河沙∶黄壤土∶珍珠岩=1∶1∶1∶1组合基质的成活率94.44%。4种基质组合内台湾榕组培苗移栽成活率差异显著（P＜0.05），在基质Ⅳ（腐叶土∶河沙∶黄壤土∶珍珠岩=1∶1∶1∶1）中台湾榕组培苗长势最好（图 4D）。由于组培苗在河沙∶蛭石∶珍珠岩=1∶1∶1的组合基质中长势比河沙好，且两者成活率差异不显著（P＜0.05），因此最适的移栽基质是河沙∶蛭石∶珍珠岩=1∶1∶1的组合基质。

3　讨论

本研究选择台湾榕健康的茎段作为外植体，比较不同基础培养基对丛生芽诱导的影响，结果发现在附加同样1.0 mg/L 6-BA、0.5 mg/L KT、0.2 mg/L NAA的条件下，以WPM为基础培养基对台湾榕茎段的诱导率及萌发数均高于MS，与前人对石生茶藨和蓝莓茎段丛生芽诱导的结果^[16-17]一致，而优于李志良等^[4]以MS为基础培养基诱导台湾榕的结果，表明WPM更适合台湾榕茎段丛生芽的诱导。WPM培养基是在MS基础上进行改良的，降低了无机盐浓度，适合多种木本植物的组织培养^[18-19]。本研究通过正交试验研究植物生长调节剂6-BA、KT、NAA对台湾榕丛生芽增殖的影响，发现丛生芽增殖系数随着6-BA质量浓度升高和NAA质量浓度降低而增大，当6-BA质量浓度不变时，丛生芽在低浓度的NAA中长势较好，表明高浓度的6-BA和低浓度的NAA有利于台湾榕丛生芽的增殖和生长发育，这与前人研究结果^{[4, 20-21]}一致。本试验发现，以WPM为基础培养基，在0.1 mg/L NAA的基础上，添加2.0 mg/L 6-BA和0.5 mg/L KT有利于提高台湾榕丛生芽增殖系数、最高可达5.77，优于增殖系数5.0的报道^[4]，且诱导的丛生芽长势好、粗壮。本试验的极差结果显示，影响台湾榕丛生芽增殖的植物生长调节剂主次顺序是NAA＞6-BA＞KT，与桂明春等^[22]对榕属植物橡胶树带顶芽茎段增殖的研究结果相似，可能是因为用于增殖的材料带有顶芽，外源施加低浓度的生长素打破了内源激素的平衡，解除顶端优势，从而提高增殖系数，而随着外源生长素浓度的增加导致植株体内生长素含量升高，高浓度的生长素抑制植物侧芽的生长发育，因此随着NAA浓度的提高台湾榕丛生芽长势变差。

丛生芽生根与移栽驯化是组培快繁的关键步骤。本研究通过正交试验发现，影响台湾榕丛生芽生根的主次顺序是NAA＞IBA=活性炭，与黄立华^[23]和庾韦花等^[24]榕属植物的研究结果相似。丛生芽在添加0.1 mg/L NAA与IBA（0.1~0.5 mg/L）的组合中生根率最高、达到100%，略高于生根率99% 的报道^[4]，且根系较之发达。本试验中未添加活性炭的组培苗根系以粗短为主，易折断，后期移栽成活率低，而添加活性炭的组培苗根系以长细为主，较均匀，不易折断，植株长势非常好，这与刘晓红等^[25]地被菊组培苗生根研究的结果一致。研究表明，活性炭可以吸附某些有害物质，为组培苗提供暗环境，提高组培苗的可溶性蛋白和总糖含量，从而有利于根诱导和根系生长^[26]。因此，通过IBA搭配NAA的组合，并添加活性炭更适合台湾榕丛生芽生根。榕属植物组培苗的移栽驯化常用河沙、珍珠岩、蛭石等基质，不同基质的移栽成活率存在差异^{[23-24, 27]}。目前台湾榕组培苗的移栽驯化仅有以营养土和黄心土为基质的报道，移栽成活率分别在80% 和90% 以上^{[4, 10]}。本研究利用不同基质移栽台湾榕组培苗的成活率在94.44% 以上，均高于营养土和黄心土移栽成活率^{[4, 10]}，其中河沙移栽成活率达到100%，其次是河沙∶蛭石∶珍珠岩= 1∶1∶1的组合基质，成活率97.78%，两者差异不显著（P＜0.05），后者植株长势更好，而组培苗在腐叶土∶河沙∶黄壤土∶珍珠岩=1∶1∶1∶1的组合基质中长势最好，可能是因为腐叶土微生物含量较高，与河沙相比易引起组培苗感染，而营养成分相对高于其他基质组合，有利于组培苗生长发育。由此可见，台湾榕组培苗对土壤要求不高，但在移栽基质中适当添加腐叶土并对其进行消毒，可在提高成活率的同时获得高质量的驯化苗。

4　结论

本研究建立了适合台湾榕外植体丛生芽诱导、增殖、生根及移栽驯化的组培快繁体系：首先将台湾榕茎段经过0.5% 多菌灵浸泡2 h、75% 乙醇浸泡45 s、0.1% HgCl₂消毒8 min，晾干水分后接种至最佳诱导培养基WPM+1.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L KT+0.2 mg/L NAA中，培养至丛生芽增多；其次，将2~3 cm丛生芽从其基部剪下，接种到增殖培养基WPM+2.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L KT+0.1 mg/L NAA培养60 d；然后用生根培养基WPM+0.1 mg/L IBA+0.1 mg/L NAA+1 g/L活性炭培养60 d；最后采用河沙∶蛭石∶珍珠岩= 1∶1∶1的组合基质移栽驯化。整个组培快繁体系可使外植体诱导率达97.13%，丛生芽增殖系数5.77，生根率100%，移栽成活率达到97.78%。